第二章　药理学动物实验基本技术

动物实验基本技术是进行动物实验时的各种操作技术和实验方法，如动物的捉拿、给药、生理和生化指标测定等，掌握动物实验基本操作技术，并在实验中正确应用是保证实验成功的关键步骤。本章主要介绍与药理学实验相关的动物实验技术。

第一节　常用实验动物的捉持和固定

实验中对实验动物的捉持和固定是保证实验正常进行必不可少的操作内容，也是保证实验结果正确的必备条件，不同的实验动物需采用不同的方法捉持和固定。

一、蟾蜍（青蛙）

捕捉时可持其后肢。操作者以左手食指和中指夹住动物前肢，用左手拇指压住动物脊柱，右手将其双下肢拉直，用左手无名指和小指夹住（图1-2-1-1A），此法用于毁坏蟾蜍脑脊髓。做注射操作时，将蟾蜍背部紧贴手心，实验者用左手拇指及食指夹住蟾蜍头及躯干交界处，左手其他三指则握住其躯干及下肢（图1-2-1-1B）。

在捉拿蟾蜍时，注意勿挤压两侧耳部突起的耳后腺，以免毒液射到实验人员的眼中引起损伤。

对蟾蜍进行手术或其他复杂操作时，则按实验需要的体位，用蛙钉或大头针将四肢钉于蛙板上（图1-2-1-2）。

二、小白鼠

捕捉时可持其尾部末端。做腹腔注射或灌胃时，可按下法操作：实验者以右手拇指及食指抓住其尾巴，让其在粗糙台面或鼠笼上爬行，然后轻轻向后拉鼠尾，这样小鼠会四肢紧紧抓住笼面，起到暂时固定的作用。迅速以左手拇指、食指沿其背向前抓住颈部皮肤，拉直鼠身，以左手中指抵住其背部，翻转左手，使小鼠腹部向上。然后以左手无名指及小指固定其躯干下部及尾部，右手可进行实验操作（图1-2-1-3）。

三、大鼠

大鼠被激怒后易咬人，所以实验前应尽量避免刺激它。捉拿时戴纱布手套或用一块布盖住后捉拿，这样对大鼠的刺激小，并可防止被咬伤。

对大鼠进行腹腔注射、灌胃等操作时，方法与小鼠类似。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙台面或鼠笼上，向后轻拉，左手拇指、食指迅速抓紧其两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整只鼠固定在左手中，右手进行操作（图1-2-1-4A）。

若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用绳缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在手术台上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。

四、豚鼠

豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。先用右手掌轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，对于体形较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部（图1-2-1-4B）。

五、家兔

捕捉时以右手抓住家兔颈背部皮肤（不能抓两耳），轻轻把动物提起，迅速以左手托住其臀部，使动物体重主要落在抓取者的左掌心上，以免损伤动物颈部（图1-2-1-5）。家兔一般不咬人，但脚爪锐利，在挣扎反抗时容易抓伤捕捉者，所以捕捉时要特别注意其四肢。

对家兔施行手术，须将家兔固定于手术台上。多数实验采用仰卧位固定，缚绳打套结绑缚四肢在踝关节上（打活结便于解开），然后将两后肢拉直，把缚绳的另一头缠绕于家兔手术台后缘的钩子上打结固定，再将绑前肢的绳子在家兔的背部穿过，并压住其对侧前肢，交叉到兔手术台对侧的钩上打结固定。最后固定头部，兔头夹固定时先将兔颈部放在半圆形的铁圈上，再把铁圈推向嘴部压紧后拧紧固定螺丝，将兔头夹的铁柄固定在兔手术台的固定柱上。棉绳固定头部时，用一根粗棉绳钩住兔两颗上门齿，将棉绳拉直后在手术台的固定柱上绕两圈后打结固定。做颈部手术时，可将一粗注射器筒垫于动物的项下，以抬高颈部，便于操作。以上方法较适于仰卧位固定。动物取俯卧位时（特别头颅部实验），常用马蹄形头固定器固定（图1-2-1-6）。

第二节　常用实验动物的给药方法

药理学实验中，常常需要用药物对实验动物进行常规处理，这涉及实验动物的给药方法。较常见的给药方法有摄取给药法、注射给药法、涂布给药法和吸入给药法，其中前两种方法较为常用。

一、摄取给药法

1.自动摄取法

把药物放入饲料或溶于动物饮水中让动物自动摄取。此法的优点是操作简便，不会因操作损伤动物。由于不同个体因各种原因其饮水和摄食量有差异，摄入的药量难以控制，不能保证剂量准确。饲料和饮水中的药物容易分解，难以做到平均添加。该方法一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，复制某些与食物有关的人类疾病动物模型。

2.灌胃给药法

灌胃给药能准确掌握给药量、给药时间、发现和记录药效出现时间及过程。但灌胃操作可能对动物造成损伤，熟练的灌胃技术可减轻对动物的损伤。

动物灌胃用灌胃器，灌胃器由注射器和灌胃管构成，灌胃管由尖端磨平后稍加弯曲的注射器针头制成。小鼠的灌胃管长4～5cm，直径约1mm；大鼠的灌胃管长6～8cm，直径约12mm。灌胃管插入深度大致是从口腔至最后一根肋骨后缘，成年动物插管深度一般是小鼠3cm、大鼠和豚鼠5cm、家兔15cm。

（1）小鼠、大鼠　左手拇指和食指捏住鼠颈部皮肤，并用小指和无名指夹住尾部固定，使鼠腹部向上，右手持灌胃器经口角将灌胃管插入口腔，用灌胃管轻压鼠上腭部，使口腔和食管成一直线，再将灌胃管沿上腭缓缓插入至预定深度，如稍感有阻力且动物无呼吸异常，可将药物注入（图1-2-2-1）。如动物挣扎得厉害、憋气，则应抽出重插。如灌胃管插入气管，动物可能立即死亡。药液注完后轻轻退出胃管，操作宜轻柔，以防损伤食管及膈肌。灌注量小鼠为0.1～0.3mL/10g，大鼠为1～2mL/100g。

（2）豚鼠　一操作者以左手从动物背部把后肢伸开，握住腰部和双后肢，用右手拇指、食指夹持两前肢。另一操作者右手持灌胃器沿豚鼠上腭壁滑行，插入食管，轻轻向前推进约5cm，插入胃内。

插管时亦可用木制或竹制的开口器，将9号导尿管穿过开口器中心的小孔插入胃内。将导管外口端置于水杯中，若有连续气泡，说明插入了呼吸道，应立即拔出重插，如无气泡，即可注入药物，注药完毕后再注入生理盐水2mL，以保证给药剂量的准确。灌胃完毕后，先退出胃管，后退出开口器。拔插管时，应慢慢抽出，当抽到近咽喉部时应快速拉出，以防残留的液体进入咽喉部，反流入气管。灌胃量为每次每只4～7mL。

（3）家兔　用兔固定箱，可一人操作。如无固定箱，则需两人协作进行。一人坐好，腿上垫好围裙，将家兔的后肢夹于两腿间，左手抓住双耳，固定其头部，右手抓住其两前肢；另一人将开口器横置于家兔口中，把兔舌压在开口器下面（图1-2-2-2），将9号导尿管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿上腭壁插入约15cm。插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水中过深，如有气泡从胃管逸出，说明胃管在气管内，应拔出重插。如无气泡逸出，则可将药物推入，并以少量清水冲洗胃管，以保证给药剂量的准确。灌胃完毕后，先退出胃管，后退出开口器。灌胃量为每次每只80～150mL。

二、注射给药法

1.皮下注射法

在处理好动物注射部位的皮肤后，左手将注射部位附近的皮肤提起，右手握住注射器，斜向刺入。刺入后左手放开皮肤，先用左手将针芯回抽，若无血液流入注射器则表明并未刺伤血管，则可将注射器针芯徐徐推进，将预定剂量的药物注入。若注射针头已刺伤血管，则应将针头拔出，重新注射。

（1）小鼠　用左手拇指和中指将小鼠颈背部皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摇动则表明针尖在皮下，回抽无血后可将药液注入。针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出，大批动物注射时，可将小鼠放在鼠笼盖或粗糙平面上，左手拉住尾部，小鼠自然向前爬动，此时右手持针迅速刺入背部皮下，推注药液。注射量为0.l～0.3mL/10g。

（2）大鼠　注射部位可在背部或后肢外侧皮下。操作时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺入皮下，一次注射量约为1mL/100g。

（3）豚鼠　注射部位可选用大腿内侧、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常在大腿内侧，注射针头与皮肤成45°的方向刺入皮下，确定针头在皮下推入药液，拔出针头后，拇指轻压注射部位片刻。

（4）家兔　注射方法参照小鼠皮下注射法。

2.腹腔注射法

动物腹部向上固定，腹腔穿刺部位一般多在腹白线偏左或偏右的下腹部。

（1）小鼠　左手固定动物，使鼠腹部面向捉持者，鼠头略朝上。右手持注射器朝头部方向进行穿刺，注射针与皮肤面成45°刺入下腹部，针头刺入皮肤后进针3mm左右，当感到落空感时表示已进入腹腔，回抽无肠液、尿液后即可注射（图1-2-2-3）。注射量为0.1～0.2mL/10g。应注意切勿使针头向上注射，以防针头刺伤内脏。

（2）大鼠、豚鼠、家兔　皆可参照小鼠腹腔注射法。但应注意家兔在腹白线两侧注射，离腹白线约1cm处进针。大鼠注射量为1～3mL/100g。

3.静脉注射法

静脉注射应根据动物的种类选择注射的血管。小鼠和大鼠多选用尾静脉，家兔多选用耳缘静脉，豚鼠可选用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射。因为静脉注射是通过血管给药，所以只限于液体药物。如果是混悬液，可能会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。

（1）小鼠、大鼠　多采用尾静脉注射。鼠尾静脉有3根，左、右两侧及背侧各1根，两侧尾静脉较易固定，应优先选择。注射时，先将动物固定于固定器内（图1-2-2-4），可采用筒底有小口的玻璃筒、金属或铁丝网笼。将全部尾巴露在外面，以右手食指轻轻弹尾尖部，必要时可用45～50°C的温水浸泡尾部或用75%乙醇反复擦拭尾部，以达到消毒、扩张血管、软化表皮角质的目的。以拇指与食指捏住尾部两侧，使尾静脉充盈明显，以无名指和小指夹持尾尖部，中指从下托起尾巴固定之。用4号针头，针头与尾部成30°刺入静脉，推动药液无阻力，且可见沿静脉血管出现一条白线，说明针头在血管内，可注药。如遇到阻力较大，皮下发白且有隆起时，说明针头不在静脉内，须拔出针头重新穿刺。注射完毕后，拨出针头，轻按注射部位止血。一般宜从尾尖端开始，逐渐向尾根部移动，以备反复应用，一次注射量为0.05～0.1mL/10g。

（2）豚鼠　可选用多部位的静脉注射，如前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉或雄鼠的阴茎静脉等，豚鼠的耳缘静脉也可注射，一般前肢皮下头静脉穿刺易成功。豚鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别小心。一次注射量不超过2mL。

（3）家兔　一般采用耳缘静脉注射，兔耳缘静脉沿耳背后缘走行（图1-2-2-5）。将覆盖在静脉皮肤上的兔毛仔细拨去或剪去，可用水湿润局部，将兔耳略加搓揉或用手指轻弹血管，使兔耳血流增加，并在耳根压迫耳缘静脉，使其瘀血而发生血管怒张。注射者用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇指和小指夹住耳缘部分，以左手无名指和小指放在耳下作垫，待静脉充盈后，右手持注射器使针头尽量由静脉末端刺入，顺血管方向平行、向心端刺1～1.5cm，放松左手拇指和食指对血管的压迫，右手试推注射器针芯，若注射阻力较大或出现局部肿胀，说明针头没有刺入静脉，应立即拔出针头；若推注阻力不大，可将药物徐徐注入。注射完毕后，与血管平行地将针头抽出，随即以棉球压迫针眼止血。

实验过程中如需反复静脉给药，也可不抽出针头，用动脉夹将针头与兔耳固定，换一有肝素生理盐水的注射器接上，防止血液流失和凝固，以备下次注射时使用。

三、涂布给药法

涂布给药法是将药物涂擦在实验动物的皮肤上，主要用于鉴定药物经皮肤的吸收作用、局部作用或致敏作用等。药物与皮肤接触的时间可根据药物性质和实验要求而定。

四、吸入给药法

吸入给药法是通过特殊的吸入装置，使药液呈气雾状喷出，经实验动物口、鼻吸入后，进入支气管和肺泡吸收而发挥作用。